Страница: 9/33
Начавшийся понос вызывает резкое обезвоживание тканей организма. Размножение в крови бактерий и наводнение организма токсическими продуктами их жизнедеятельности и тканевого распада угнетают деятельность центральной нервной системы, что дает к концу заболевания картину теплого коматозного состояния.
Новорожденный теленок является полностью неспособным противостоять инфекционным заболеваниям, и кишечник его стерилен. Поэтому теленку необходимо в течение первых четырех часов жизни выпоить не менее двух литров молозива. С молозивом теленок получает антитела, которые препятствуют размножению бактерий и вирусов, у него формируется пассивный иммунитет. Приобретенная таким образом способность к сопротивлению продолжается в течение 3-4 недель, после чего у теленка в 4-5 недельном возрасте развивается активный иммунитет [Th. Smith, and M.L. Orcutt, 1925; E. F. Logan, and W. J. Penhale, 1971; W. J. Penhale, E. F. Logan, A. Stenhouse, 1971; I. E. Selman, G. H. de la Fuente , E. W. Fisher and A. D. MсEwan, 1971; E. F. Logan, 1974; J. N. Roy, 1980; G. H. Stott A. Pellah, 1982; Т.Е. Besser, 1991; L. J. Perino, 1995].
Синдром дефицита антител (СДА) появляется у подсосных телят, если они получают недостаточное количество молозива или в молозиве отсутствуют гаммаглобулины. Содержание гаммаглобулинов в сыворотке крови в количестве более 500 мг обеспечивает невосприимчивость к колибактериозу. С другой стороны установлено, что 82,4% телят, болевших колибактериозом имели выраженный СДА [R. Kruedener, 1970].
Колибактериоз вызывается небольшим количеством энтеропатогенных штаммов, продуцирующих энтеротоксины, к которым новорожденные животные обладают повышенной чувствительностью [E. M. Kohler, 1971; A. Kircher, 1981].
Энтеротоксины Е. coli стимулируют аденилциклазу в эпителиальных клетках кишечника. Этот энзим действует каталитически при образовании циклического 3’,5’-аденозинмонофосфата (сАМР) из аденозинтрифосфата (АТР). Увеличение количества 3,5 аденозинмонофосфата с (АМР) вызывает изменение транспортировки ионов, ингибируя активную абсорбцию натрия и стимулируя выделение ионов хлора и бикарбоната, вследствие чего происходит накопление жидкости в просвете кишечника и в результате наблюдается сильный понос [E. Salajka, 1980].
Многие исследователи полагает, что дефицит витамина А является главным условием для возникновения колибациллеза у телят [Н. И. Старикова, 1994; Н. И. Старикова, 1994].
Телята, родившиеся от коров с низким содержанием витамина А в молозиве были более подвержены заболеваниям, таким как белый понос, пупочная инфекция, заболевание суставов, по сравнение с телятами, родившимися от коров с относительно высоким содержанием витамина А [F. Blakemore, A. Davies, E. Eylenburg, Т. Moore, K. C. Sellers and A. N. Worden, 1948]. Взаимосвязь между дефицитом витамина А и колибациллезом также установили и другие ученые: [R. A. Willoughby, D. G. Buttler and J. K. Thorton, 1970; H. Fey, 1972; R. G. Hansen, P. H. Phillips, G. W. Rupel, 1976; J. N. Roy, 1980; H. Fey und S. Lindt, 1982; G. J. Pearson, E. F. Logan, 1986]
По некоторым данным [W. J. Sojka, 1970; H. Fey und G. Hunyady, 1972; В. М. Чекишев, В. М. Васильев, А. И. Кабанцев, 1983; R.K. Braun, B.C. Tennant, 1983; A. S. Sheikh P. S. Bradford, S. C. James, B. Patricia, B. F. Thomas, H. Richard, D. George, D. R. Lin, W. Bert, 1995], решающая роль иммуноглобулинового дефицита в патогенезе колисеятицемии у неонатальных телят, принадлежит грам-негативным бактериям.
1.1.8. Специфическая профилактика и терапия. Неуклонное выполнение комплекса зоотехнических, зоогигиенических и организационных мероприятий является незыблемой основой в деле получения, сохранения и выращивания молодняка. Исходя из этого для предупреждения колибактериоза, прежде всего, необходимо создать хорошие условия кормления и содержания стельных коров и новорожденных телят. Изоляция новорожденных телят в специальном изолированном приёмном отделении является важнейшим звеном в цепи эффективных профилактических и противоэпизоотических мероприятий против колибактериоза телят. Необходимость и эффективность таких мероприятий признаны давно, и проведение их рекомендуется многими учеными [H. Fey, 1972; Л. К. Волынец, 1978; А. В. Драгомир, 1982; В. Т. Самохин, М. А. Сидоров, Г. К. Волков, 1983; П. А. Рыдак, 1984;С. И. Джупина, И. И. Фельдман, В. М. Чекишев, 1986; P. Г. Иксамов, М. П. Неустроев, 1987; Г. Ф. Коромыслов, Н. Н. Михайлов, 1987; А. А. Гутковский, Г. Л. Дворкин, 1989; Т. Otoi, Т. Toujou, H. Toujou, M. Hasimoto, 1990; В. Г. 3ароза, 1991; С. И. Плященко, 1991; Г. К. Волков, В. Н. Гущин, В. Д. Баранников, 1996; E. С. Воронин, Д. А. Девришов, Р. В. Петров, В. П. Шишков, 1996; А. Н. Куриленко, 1996].
Раннему выпаиванию молозива придают большое значение [Я. Е. Коляков, С. С. Гительсон, Л. С. Каврук, 1970; A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman, 1970; T. C. Guire, N. E. Pfeiffer, J. M. Weikel and R. C. Bartsch, 1976; Я. Е. Коляков, 1978; М. И. Немченко, Т. Д. Гришина, 1983; М. И. Немченко, 1984; В. Г. 3ароза, 1985; R. Morar, 1985; Г. В. Полушин, 1987; E. С. Воронин, Д. А. Девришов, Л. Я. Ставцева, 1989; М. И. Немченко, 1989; E. С. Воронин, Л. Я. Ставцева, Т. Н. Грязнева, 1990; P.E. Howe, 1991; К. Ф. Думбур, В. В. Левенец, О. Н. Ткаченко, А. К. Думбур, 1996]. При хранении молозива химический состав его быстро приближается к составу обычного молока, причем кислотность молозива у одних коров понижается быстро, в то же время как у других постепенно. Снижение кислотности молозива неблагоприятно влияет на организм теленка, в таких случаях отмечается большой процент заболевания и отхода.
Специфическая профилактика основана на пассивной иммунизации новорожденных сывороткой. О положительном применении антиколибактериозной сыворотки сообщали многие исследователями [P. Ehrlich, 1892; C. O. Jensen, 1905; Ф. Гутира, И. Марек, Р. Маннингер, И. Мочи, 1961; С. И. Губкин, А. И. Коган, 1971; A. Dam, 1971; E. F. Logan, and W. J. Penhale, 1971; Я. Е. Коляков, 1978; Y. Danieli, I. Kornitzer, R. Tamarin, 1979; А. Т. Флюстиков, 1982; В. А. Аликаев, В. В. Матюшин, 1983; Е. В. Андреев, М. Д. Бакуменко, А. К. Панасенко, В. И. Тертышник, Л. Т. Лещенко, Р. И. Бессараб, 1983; Г. В. Гнатенко, Л. Т. Тупица, 1984; В. М. Чекишев, Т. В. Бондарь, О. А. Колганова, 1985; Г. В. Полушин, 1987; C. M. Scanlan, 1988; Е. С. Сухарев, 1994; М. Х. Шайхаманов, В. П. Грамолин, Б. М. Авакаяц, 1994; Г. К. Волков, В. Н. Гущин, В. Д. Баранников, 1996; B. C. Солодков, Е. Э. Школьников, Г. Ф. Коломнина, Е. М. Лукьянова, В. Н. Алейников, 1996; С. В. Вальциферова, 1997] .
Противоколибактериозную сыворотку особенно важно вводить телятам, которые были лишены молозива и молодняку, матери которых были переведены из другого хозяйства и поэтому содержат в молозиве антитела, несоответствующие микрофлоре нового помещения [B. C. Шипилов, В. К. Копытин, 1984; C. Staak, 1992].
Исследования [M. M. EI-Nageh, 1967; H. Fey, 1971a; H. Fey und G. Hunyady, 1972; B. Tennant, B.H. Baldwin, 1979; H. Fey und A. Margadant, 1981; М. И. Немченко, Т. Д. Гришина, 1983; Ю. Н. Федоров, И. Д. Фесенко, М. Ю. Горбунова, С. О. Кодыров, И. Ю. Пичкова, 1983; В. М. Чекишев, В. М. Васильев, А. И. Кабанцев, 1983; М. И. Немченко, 1984; В. Т. Сидоров, 1984; B. C. Шипилов, В. П. Шишков, В. Г. Зароза, В. П. Карев, Г. Д. Смоленская, 1987; A. Badiu, T. Nedelcu, 1989; Ю. Н. Федоров, 1996; Ю. Н. Федоров, О. А. Верховский, 1996], показали большое значение гипогаммаглобулинемии, как одного из важных предрасполагающих факторов в возникновении колибактериоза у новорожденных телят. Авторы установили, что у всех телят павших от колисептицемии, наблюдалась гипо- или агамаглобулинемия [A. K. Lascelles, G. H. Me Dowell, 1974; T.C. McGuire, D.S. Adams, 1982].
Наличие К агглютининов в сыворотке молозива, защищающих телят от колисептицемии и других форм колибациллеза обнаружил С. С. Gay, 1971. Им установлено, что 45 телят из 59 кормившихся молозивом погибли вследствие отсутствия К агглютининов в скармливаемом молозиве.
Аналогичные исследования о дефиците К агглютининов в молозиве коров и, следовательно, о развитии колисептицемии у новорожденных телят провели многие ученые [C. Briggs, 1951; H. W. Smith and M. A. Linggood, 1972; F. Orskov, G. Orskov, H. W. Smith and W. J Sojka, 1975; B. Kaijser, S. Ahlstedt, 1977; В. Б. Федотов, 1982; J. Hadad, C.L. Gyles, 1982].
Успехи, достигнутые в изучения антигенной структуры возбудителя колибактериоза телят, позволили ученым предложить активные средства специфической профилактики этого заболевания иммунные сыворотки и лактоглобулины [Ф.Н.Щепетов, 1951; R. Aschaffenburg, S. Bartlett, S. K. Kon, J.M. Roy and D. M. Walker, 1951a; P. Lepine, 1963; К. Геров, П.Чушков, Р. Георгиева, 1965; В. К. Чернуха, 1968; С.И.Губкин, А. И. Коган, 1971; Н. С. Жосан, 1974; Н. С. Жосан, 1976; Е.В.Гублер, А. А. Генкин, 1978; L. S. Young, 1984; В. Б. Билоштан, 1985; В. П. Павлов, Т. Н. Грязнева, Е. В. Чичикова, 1988; Н. С. Жосан, 1992; В. В. Бурсуков, 1993; W. Zaremba, 1993; С. В. Вальциферова, 1997].
О положительных результатах фаготерапии в ранних случаях заболевания телят колибактериозом сообщали многие исследователи [К. Н. Шерстобаев, 1944; С. Н. Муромцев, 1947; Я. Е. Коляков, С. С. Гительсон, Л. С. Каврук, 1970; H. Fey, 1972; Л. Б. Борисов, 1976; Я. Е. Коляков, 1978; А. С. Овод, А. Г. Морозов, 1986; M. Decun, 1986; А. А. Гутковский, Г. Л. Дворкин, 1989].
Для лечения диареи у новорожденных телят У. Риихикоски (1986) рекомендует следующую программу:
голодная диета;
лечение с применением минеральных солей;
лечение антибиотиками;
лечение путем повышения кислотности внутри кишечника;
профилактика всасывания в кровь бактерий и их токсинов;
создание животным хороших условий содержания и обеспечение их качественными кормами.
В качестве неспецифических профилактических и лечебных средств при колибактериозе рекомендуются и используются различные антибиотики [И. Е. Мозгов,1968; W. J. Sojka, 1971; H. Fey, 1972; B.J. Buntain and I.E. Selman, 1980; E. С. Фортинская, А. М. Наумова, Е. А. Маркова, 1983; H. J. Greene, 1983; М. А. Сидоров, В. Н. Гущин, 1984; H. Balbierz, L. Kuchar, 1984; С. И. Джупина, И. И. Фельдман, В. М. Чекишев, 1986; G. Rademacher, G. Dirksen, 1986; А. А. Гутковский, Г. Л. Дворкин, 1989; Г. П. 3адорожняя, В. Д. Уманец, 1990; В. А. Антипов, 1991; Ю. Юнисова, Т. П. Жарова, 1996; П. А. Паршин, С. В. Шабунин, 1997].
В связи с очень широким применением антибиотиков, приобрела особо важное значение проблема антибиотикоустойчивости микробов. Увеличение антибиотикоустойчивых штаммов микробов может изменить микробиологический, клинический, возможно эпизоотологический фон ряда инфекционных болезней и, в первую очередь, массовых заболеваний молодняка. Антибиотикоустойчивые штаммы кишечной палочки, выделяясь в большом количестве с фекалиями во внешнюю среду инфицируют помещения, предметы ухода за телятами, посуду и др., что приводит к попаданию и заселению кишечника новорожденных клинически здоровых телят. Поэтому в настоящее время антибиотики применяются предварительным определением чувствительности изолированных микробов к антибиотикам [Г. В. Гнатенко, 1968; Я. Е. Коляков, 1978; R. J. Bywater, 1983; Л. А. Таранова, 1984; E. С. Фортинская, А. М. Наумова, Е. А. Маркова, 1983; В. А. Антипов, 1991].
Исследованиями ряда авторов [J. W. Boyd, J.R. Baker, A. Leyland, 1974; К. Эльце, X. Мейер, Г. Штейнбах, 1977; O. M. Radostis, S. D. Acres, 1983; Ю. А. Ширванян, А. А. Акопов, 1985; M. Decun, 1986; А. А. Гутковский, Г. Л. Дворкин, 1989] была установлена высокая чувствительность преобладающего числа штаммов Е. coli к cульфаниламидным препаратам, тогда как, их устойчивость к некоторым антибиотикам значительно повышалась.
Для профилактики колибактериоза новорожденных телят М. А. Сидоров с соавт. (1978, 1980, 1996) рекомендует применять колипротектан сразу после рождения в дозе 10-15 мл per os и затем в течение двух дней в той же дозе (всего 6 раз). Колипротектан способствует резкому снижению заболеваемости (до 10-20%) и повышению сохранности телят (до 95-98 %). Применению материнской и гетерогенной крови при острых желудочно-кишечных заболеваниях новорожденных животных посвящено немало работ отечественных и зарубежных авторов [H. Fey, 1972; Е. В. Андреев, М. Д. Бакуменко, А. К. Панасенко, В. И. Тертышник, Л. Т. Лещенко, Р. И. Бессараб, 1983; Дж. Х. Б. Рой, 1982; У. Риихикоски, 1986; А. А. Гутковский, Г. Л. Дворкин, 1989]. Опыты [В. П. Урбан, 1966; В. К. Чернуха, 1968; В. П. Урбан, И. Л. Найманов, 1985; В. П. Павлов, Т. Н. Грязнева, Е. В. Чичикова, 1988] показали, что использование сывороточных поли- и гаммаглобулинов бывает более результативным, чем применение цельной крови.
Из симптоматических средств E. W. Fisher and de la G. H. Fuente, 1972; H. Rascova, 1974; Е. Рашкова, Т. Сехер, К. Рашка, В. Матейовска, Л. Палак, 1976; J. Blanu, J. H. Parvu, O. Lvanciu, 1983; R. J. Bywater, 1983; В. В. Митюшин, 1984; H. J. Greene, 1984; I. M. Naylor, 1986; Г. Ангелов, Б. Абделмалек, 1987; I. M. Naylor, 1987; А. И. Теш, 1990; Н. Т. Винников, 1993; А. Г. Шитый, Н. С. Дудникова, Л. М. Тихомирова, 1993; М. Х. Шайхаманов, В. П. Грамолин, Б. М. Авакаяц, 1994, рекомендуют при колибактериозе телят, сопровождающимся профузным поносом и сильным обезвоживанием организма, применение водно-электролитных растворов. В связи с тем, что объем плазмы крови уменьшается и она становится гипоосмотической по отношению к кишечной жидкости, так как не только вода, но н ионы Na+, K+, Cl- и HCO3- выходят из плазмы в просвет кишечника, а слизистая кишечника превращается в секреторный орган, всасывание воды и электролитов прекращается. Авторы рекомендуют в начале болезни, при легком течении, изотонические растворы а при тяжелом течении — парентерально — гипертонические, с обязательным включением ионов натрия, хлора и бикарбоната.
Некоторые авторы рекомендуют витаминотерапию, например гексавит (А1, В1, В2, В6, С, Е, Р). Рутин увеличивает продолжительность циркуляции солевых кристалловидных растворов в кровяном русле и тем самым уменьшает проницаемость капилляров. Витамин С устраняет гипоксию и метаболический ацидоз, содействует нормализации окислительно-восстановительных процессов [F. Blakemore, A. Davies, E. Eylenburg, Т. Moore, K. C. Sellers and A. N. Worden, 1948; R. G. Hansen, P. H. Phillips, G. W. Rupel, 1976; В. А. Аликаев, В. В. Матюшин, 1983; В. И. Федюк, 1983; У. Риихикоски, 1986; А. А. Гутковский, Г. Л. Дворкин, 1989; Я. Я. Самуйленко, 1996].
Антисекреторные факторы (хлорпромазин и другие производные фенотиазина, никотиновая кислота, опий, аспирин, соматостатин, гликокортикоиды, амфотерицин В, производные барбариса и др.) приводят к нормальной абсорбции электролитов и воды в кишечнике, ингибируя чрезмерную секрецию. Хлорпромазин обладает сильным антисекреторным действием, ингибируя диарею, вызванную энтеротоксином TL — Е. coli. Этот препарат ограничивает чрезмерную активность циклического аденозинмонофосфата (сАМР). Он действует анти-секреторно при лечении диареи, вызванной энтеротоксином TS — Е. coli.
Кроме анти-секреторной деятельности фенотиазиновые препараты обладают довольно сильным бактерицидным действием, по отношению к некоторым штаммам Е. coli. Кроме того данные препараты воздействуют на плазмиды, ответственные за синтез адгезивных фимбрий, энтеротоксинов, а также препятствуют комплексной резистентности эшерихий к антибиотикам и тормозят синтез компонентов адгезивных антигенов, ограничивающие колонизирующее действие [A. I. Furowicz, W. Zyska, 1988].
1.2. Специфическая иммунологическая реактивность телят в постнатальный период
Молозиво является для новорожденного исключительно полноценной и легко усвояемой пищей. Обеспечивая потребности новорожденного в необходимых питательных веществах, оно, кроме того, является носителем иммунных тел и антибактериальных веществ, передающихся от матери потомству, служащих для защиты молодого организма от инфекции на первом этапе жизни.
Природа защитных свойств молозива была предметом длительного изучения. Впервые исследования по выяснению роли молозива в создании иммунитета телят начались после опубликования работ P. Ehrlich [1892], который установил, что у детенышей, рожденных от мышей, иммунизированных рицином и абрином невосприимчивость к этим ядам не передается плацентарным путем, а появляется только после сосания молозива иммунизированных мышей.
Оценивая эксперименты Эрлиха И. И., М. Мечников [1951] писал: «В своих этюдах об унаследованном иммунитете Эрлих указал еще на другой важный фактор, именно на прямую передачу материнских антител в молоко при сосании. Он прямо показал своими опытами над мышами, происходившими не от иммунных матерей, а вскормленных иммунными самками, что благодаря этому, молодые мыши были иммунизированы к рицину, абрину и столбнячному токсину. Это интересное поле исследований дало много важных результатов, а в будущем, наверное, будет еще многое достигнуто в этом направлении».
У различных видов животных, у которых эпителиохориальная плацента (лошади, крупный рогатый скот, свиньи, козы) антитела не проникают из материнского организма в плод плацентарным путем. У этих видов животных передача антител от матери новорожденному возможна колостральным путем (через молозиво). С молозивом новорожденные жвачные получает необходимый запас иммунных тел. [П. П. Емельяненко, 1987; Ю. Н. Федоров, 1988; И. М. Карпуть, 1993]
Иммунологическое исследование молозива показало, что концентрация антител в молозиве превосходит таковую в сыворотке крови. Больше того, молозиво содержит антитела, отсутствующие в сыворотке [В. А. Фортушний, 1984].
Результаты исследований Th. Smith and R.B. Little, 1922b; R. S. Comline H. E. Roberts, D. A. Fitchen, 1951; R. S. Comline, H. E. Roberts, D.A. Fitchen. 1951; H. Fey, 1968; A. Kaeckenbeeck, G. Colinet, F. Schoenaers, 1971; P. D Porter, 1972; W. J. Penhale, E. F. Logan, I. E. Selman, E. W Fisher, 1973; У. Дж. Герберт, 1974; G. H. Stott and B. E. Menefel, 1977; J. A. Patt, 1977; И. И. Головистиков, 1979; G. H. Stott, D. B. Marx, B. E. Menefel and G. T. Nightengale, 1979; G. H. Stott, D. B. Marx, B. E. Menefel and G. T. Nightengale, 1979; G. H. Stott, D. B. Marx, B. E. Menefel and G. T. Nightengale, 1979; Т. Brignole, J. Stott, 1980; L. J. Buch, Т. Е. Staley, 1980; И. М. Карпуть, В. М. Холод, 1982; G. H. Stott A. Pellah, 1982; Ю. Н. Федоров, И. Д. Фесенко, М. Ю. Горбунова, С. О. Кодыров, И. Ю. Пичкова, 1983; Э. Купер, 1985; В. М. Чекишев, Т. В. Бондарь, О. А. Колганова, 1985; B. C. Шипилов, В. П. Шишков, В. Г. Зароза, В. П. Карев, Г. Д. Смоленская, 1987; Н. С. Жосан, 1988; В. Г. 3ароза, 1989; С. И. Плященко, В. Т. Сидоров, А. Ф. Трофимов, 1990; Т. Е. Besser, O. Szenci, C. C. Gay, 1990; Ю. Н. Федоров, О. А. Верховский, 1996; F. В. Carry, 1996, также свидетельствуют о том, что абсорбция иммуноглобулинов молозива происходит обычно в течение первых 24—36ч жизни животного, постепенно замедляясь к 10-12 ч возраста вплоть до полного прекращения. Всасывание иммуноглобулинов происходит в кишечнике, и через лимфатические пути они попадают в кровь. Иммуноглобулины появляются в лимфе уже через 1-2 ч после поступления их в двенадцатиперстную кашку животного.
Большое значение молозива в создании иммунитета у новорожденных телят впервые отметили P. H. Romer, H. Much [1906]. В дальнейшем их данные были подтверждены исследованиями многочисленных авторов [R. Aschaffenburg, S. Bartlett, S. K. Kon, P. Terry, S. Y. Thompson and D. M. Walker, 1949a; R. Aschaffenburg, S. Bartlett, S. K. Kon, D. M. Walker, C. Briggs, E. Cotchin and R. Lovell, 1949b; R. Aschaffenburg, S. Bartlett, S. K. Kon, J. M. Roy and D. M. Walker, 1951a; R. Aschaffenburg, S. Bartlett, S. K. Kon, S. Y. Roy, D. M. Walker C. Briggs and R. Lovell, 1951b; C. Briggs, 1951; E. Selman, A. D. McEwan and E. W. 1970; P. Blackmer, 1973; V.C.R. Irvin, 1974; С. В. Вальциферова, 1997; L. Hirszfeld et J Lille-Azyszkowierz, 1979; J. N. Roy, 1980; И. М. Карпуть, В. М. Холод, 1982; С. С. Gay, 1984; J. J. Geene, 1984; R. Morar, 1985; Г. Н. Печникова, Т. В. Окунева, О. Н. Грызлова, 1988; И. М. Карпуть, А. Г. Ульянов, В. И. Бабин, 1990; P.E. Howe, 1991; C. Staak, 1992; W. Zaremba, 1993; Т. Е. Besser, C. C. Gay, 1994; P. P. Игнатьев, Г. Ч. Бондаренко, 1994; F. В. Carry, 1996; Д. Н. Масюк, 1997; L. J. Perino, 1997].
В сыворотке крови новорожденных телят не обнаруживали агглютинины [Th. Smith and R. B. Little, 1922; Th. Smith and R.B. Little, 1922b; S. C. Whipp and S. T. Donta, 1976; A. N. Thepfilopoulos, F.J. Dixon, 1979; J. M. Tyler, J. S. Cullor, M. C. Thurmond, 1989; K. Walser und H. Brumer, 1987] к кишечной палочке, хотя в сыворотке крови матерей и в молозиве они имелись в значительном количестве. После поения теленка молозивом в сыворотке его крови указанные агглютинины появлялись. Более того, молозиво, полученное в первые часы после отела, в дозе 0,2 мл предохраняло морских свинок от заражения 1-1,5 минимальными смертельными дозами культуры кишечной палочки. Авторы пришли к заключению, что кормление телят молозивом имеет огромное значение в создании невосприимчивости к колиинфекции.
В молозиве коров обнаружен иммунный глобулин, имеющий огромное значение, как носитель антител, в создании устойчивости новорожденных телят к инфекционным заболеваниям [H. W. Smith, 1971; H. W. Smith, 1976; H.W. Smith, 1978] .
Исследования механизмов транспорта и катаболизма иммуноглобулинов in vitro показало, что в начале всасывания образуется комплекс между иммуноглобулинами и специфическими рецепторами энтероцитов. Во взаимодействии с рецепторами клеток кишечника участвует Fc-фрагмент иммуноглобулинов. Вероятно, связывание иммуноглобулинов с клетками предохраняет их от катаболизма и способствует транспорту в кровь [D. Eddie, M. Sohulkind, I. Robbins, 1971; И. И. Головистиков, 1979]. Процесс переноса наиболее активно идет при рН 6,0-6,5, что соответствует кислотности жидкости в тонком отделе кишечника новорожденных.
Иммуноглобулины крупного рогатого скота были идентифицированы как аналоги по физико-химической и антигенной характеристике к человеческим IgG, IgA и IgM. Два класса IgG: IgG1 и IgG2 иммунологически и биологически различались. Секреторный IgA был идентифицирован в эпителии слизистой оболочки кишечника в секреторных компонентах. IgG1 является доминирующим в молочной секреции, IgM превышает IgA в секреции пищеварительного тракта преруминантных телят [P. D. Porter, 1973; J. A. Roth, J. W. Sexton, 1975; R. Sakulramrung, G. L. Domingae, 1985; G. Riedel-Caspari, 1993;] .
IgM и IgA играют важную роль в местной (локальной) реакции вымени при заражения бактериальными антигенами, а также, вероятно, эти два иммуноглобулина взаимодействуют в защитном механизме новорожденных телят [R. A. Wilson and I. W. Jutila, 1976; P. Pivont, R. Gregoire and H. Antoine, 1984; L. S. Young, 1985; M. L. Wickstrom, 1987].
У новорожденных интестинальная адсорбция колостральных антител не селективная, таким образом иммуноглобулиновый профиль сыворотки постколостральных телят имеет сходство с молозивом и это обеспечивает необыкновенно высокий уровень секреторного IgA в циркуляции крови. Секреторные IgA и IgM существенно содействуют пассивному иммунитету, хотя их продолжительность в сыворотке крови телят составляет соответственно только 2 и 4 дня [G. G. B. Klaus, A. Bennett and E.W. Jones, 1979; R.K. Braun, B.C. Tennant, 1983; J. Brenner, 1991].
Концентрация иммуноглобулинов в молоке коров снижается быстро в течение первых 3 дней лактации и, маловероятно, что содействует локальной защите алиментарного тракта телят после первой недели. Тем не менее, локальный синтез иммуноглобулинов является доказуемым в иммуноцитах, находящихся на конце эпителиальных клеток пищеварительного тракта и секреция иммуноглобулинов начинается на 2-ой неделе жизни [H. Fey, 1967; E. F. Logan, and W. J. Penhale, 1971; J. E. Butler, C. A. Kiddy, C. Maxwele, M. B. Hylton, A. Asofsky, 1971; J.W. Boyd, 1972; P. D. Porter, D. E. Noakes, and W. D. Allen, 1972; E. F. Logan, 1974; В. М. Чекишев, 1977; Ю. Н. Федоров, И. Д. Фесенко, М. Ю. Горбунова, С. О. Кодыров, И. Ю. Пичкова, 1983; В. М. Чекишев, Т. В. Бондарь, О. А. Колганова, 1985; Т. Е. Besser, 1988].
Эффективность абсорбции лактоглобулинов связана с количеством проглоченного молозива [I. E. Selman, A. D. McEwan, E. W. Fisher, 1971; Т. Brignole, J. Stott, 1980; С. С. Gay, Т. McGuire, S. M. Parish 1983;] и влиянием присутствия коров матерей в течение первых 24 ч жизни [E. Selman, A. D. McEwan and E. W. 1970; D. F. Wolfe, 1985; Ю. Н. Федоров, О. А. Верховский, 1996].
В течение двух часов после приема молозива иммуноглобулины появляются в сыворотке и, через четыре-восемь часов — в синовии. Иммуноглобулиновый профиль синовии имеет сходство с сывороткой крови телят и коров-матерей [H. Fey, 1972]. Это объясняет, почему телята, получившие молозиво более резистентные к септицемии и полиартритам, чем телята, которые недостаточно получают молозиво.
Молозиво превосходный источник энергии, протеина, витаминов А, Д и комплекса витаминов В, а также кальция, фосфора, магния и хлоридов. При дефиците указанных компонентов молозива и, особенно, витамина А резистентность к Е. coli инфекции резко снижается. [Th. Smith and R. B. Little, 1922; H. Fey und S. Lindt, 1982; С. С. Gay, 1984; J. J. Geene, 1984; R. Morar, 1985; P.E. Howe, 1991]
Молозиво коров содержит высокий уровень иммуноглобулинов, среди которых 75 % IgG, IgA и IgM вместе составляют около 20 % от иммуноглобулинов молозива [J. A. Roth, J. W. Sexton, 1975].
По данным исследователей [E. W. Fisher, 1971; J. W. Boyd, 1972; E. W. Fisher, A. A. Martinez, Z. Trainin, 1975], риск заболеваемости и летальности можно предсказать у телят 48 ч возраста при определении уровня сывороточных иммуноглобулинов. Новорожденные телята с уровнем IgG и IgM меньше чем 0,8 и 0,2 мг/мл соответственно, погибали от неонатальной септицемии, тогда как у телят с уровнем IgG и IgM 5,0 и 0,6 мг/мл соответственно, развивалась энтеральная инфекция. Телята с постколостральным сывороточным уровнем 7,5 и 0,8 мг/мл IgG и IgM соответственно, были нормальными (клинически здоровы). Следовательно, телята с умеренно низким уровнем иммуноглобулинов имели достаточный иммунитет, предупреждающий септицемию, но не профилактировали энтерит.
Многочисленные исследования показывают, что имеется корреляция между пассивно приобретенными сывороточными иммуноглобулинами и выживанием неонатальных телят [H. Fey, 1967; H. Fey, 1968; E. F. Logan, A. Stenhouse, D. J. Ormorod and W. J. Penhale, 1974; T. A. Ferris, J. W. Thomas,1975; R. K. Braun, B.C. Tennant, 1983; P. Dobbelaar, I. P. T. M. Noordhuizen and K. Van A. S. Keulen, 1987; A. Lacheretz, J. Chontol, P. Desmettre, 1987].
Определение уровня сывороточного иммуноглобулина у новорожденных является клинически важным, так как их количество оказывает влияние на восприимчивость телят к заболеванию. Иммуноглобулиновые фракции составляют примерно одну третью значения общего сывороточного протеина. Иммуноглобулин дефицитные телята имеют низкое значение общего протеина, на это указывают показания рефрактометра. Рефрактометр не дает прямое измерение сывороточного иммуноглобулина подобно цинк-сульфатному, натрий-сульфитному и глутаральдегидному тестам, но предусматривает быстрый подсчет уровня сывороточного иммуноглобулина и может легко применяться в практической ветеринарии [D. G. McBeath, W. J. Penhale, E. F. Logan,1971; A. D. Me Ewan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970; N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, 1977; N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; B. Tennant, B.H. Baldwin, 1979; H. Frerking, von E. Henkel and E. Schwartz, 1980; H. Balbierz, M. Nicolaijczuk, J. Zeilinski, 1983]
Объем сыворотки необходимый для рефрактометрического теста очень незначительный (примерно 0,2-0,3 мл) и если доступно центрифугирование, оценку концентрации иммуноглобулина, соответствующую требованиям, можно получить в пределах 30 мин из исследуемых проб. Рефрактометрический тест, как а другие (цинк-сульфатный, натрий-сульфитный, глутаральдегидный) зависят от гемоконцентрации и имеет незначительное значение при определении иммуноглобулинового статуса дегидратированных (обезвоженных) телят [D. G. McBeath, W. J. Penhale, E. F. Logan,1971; Ю. Н. Федоров, 1988].
Рефрактометр позволяет определить иммуноглобулиновый статус неонатальных телят с различной степенью риска. Норма этой оценки для телят голштинской породы крупного рогатого скота (молочного направления) следующая:
Высокий риск заболеваемости и летальности отмечают при уровне общего сывороточного протеина 4,9 г/100 мл;
Средний риск — при уровне общего сывороточного протеина 5,0-5,4 г/100 мл.
Низкий риск — при уровне общего сывороточного протеина 5,5-6,9 г/100 мл. [D. G. McBeath, W. J. Penhale, E. F. Logan,1971; R.K. Braun, B.C. Tennant, 1983]
Для изучения корреляции у крупного рогатого скота между пассивно приобретенными антителами и инфекционными заболеваниями были проведены многочисленные исследования, применяя метод количественного определения иммуноглобулинов [A. D. Me Ewan, E. W. Fisher, I. E. Selman, 1970; J. W. Boyd, 1972; W. J. Penhale, E. F. Logan, I. E. Selman, E. W Fisher, 1973; E. F. Logan, A. Stenhouse, D. J. Ormorod and W. J. Penhale, 1974; G. H. Stott and E. J. Reinhard, 1978; G. G. B. Klaus, A. Bennett and E. W. Jones, 1979; G. H. Stott, D. В. Marx, В. E. Menefel, and G. T. Nightengale, 1979; N. H. Teng, H. S. Kaplan, J. M. Herbert, 1985].
Наиболее широко применяются метод прямой радиальной иммунодиффузии [N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, 1977; В. М. Чекишев, 1977; N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; А. А. Тихомиров, 1997] и цинк-сульфатный тест помутнения [A. D. Mс Ewan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970; Н. С. Жосан, 1989].
Наиболее точный и простой метод для тестирования уровня иммуноглобулинов, применяемый на ферме или в научной лаборатории является натрий-сульфитный преципитационный тест. Натрий сульфит в соответствующей концентрации (14, 16, 18 %) вызывает преципитацию иммуноглобулинов, подобно тому как и цинк-сульфатный тест. Значение помутнения, вызываемого взаимодействием натрия сульфита и иммуноглобулинов пропорционально степени защиты телят [N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, 1977; N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; T.C. McGuire, D.S. Adams, 1982; Ю. Н. Федоров, 1988].
Для выявления гипогаммаглобулинемии у неонатальных телят применяют также быстрый скрининг тест. Тест основан на коагуляции иммуноглобулинов глутаральдегидом в 10 % концентрации. Иммуноглобулиновая концентрация у исследуемых телят, данным методом, была классифицирована как высокая 6 мг/мл, промежуточная 4,1-6 мг/мл и низкая 4 мг/мл [B. Tennant, B.H. Baldwin, 1979].
1.3. Неспецифическая иммунологическая реактивность новорожденных телят
Результаты многолетних исследований состояния неспецифической иммунологической реактивности организма сельскохозяйственных животных свидетельствует о том, что защитные силы их являются динамичным показателем и определяются как генетическими особенностями организма, так и воздействием различных факторов окружающей среды. Неблагоприятное воздействие окружающей среды приводит к ослаблению устойчивости организма и, как правило, к возникновению и распространению различных заболеваний, в том числе и инфекционных. Организм животных в процессе внутриутробного развития продуцирует клетки, осуществляющие фагоцитоз и молекулы с выраженным противомикробным действием — лизоцим, комплемент, пропердин, иммунные глобулины и другие факторы естественной резистентности. С возрастом животных они динамически изменяются [С. J. Howard, A. A. Glynn, 1971; В. В. Никольский, В. П. Литвин, 1974; П. А. Емельяненко, 1979; В. Т. Сидоров, 1984; B. C. Шипилов, В. К. Копытин, 1984; R.M. Miller, A.J. Guidry, M.J. Poape, 1988; G. Mulcahy, P.J. Gunn, 1988; С. И. Плященко, 1991].
Иммунологическая реактивность у новорожденных телят формируется постепенно и достигает полноценной выраженности только на определенном уровне их индивидуального физиологического развития [B. C. Бузлама, С. М. Сулейманов, В. Н. Долгополов, Н. Н. Коновалов, М. Н. Рецкий, И. С. Толкачев, Т. И. Агеева, 1978].
В качестве критериев степени реактивности животного организма используют [В. В. Никольский, В. П. Литвин, 1974]: динамику накопления антител, колебание бактерицидной активности крови, опсоно-фагоцитарную реакцию, специальную внутрикожную пробу и картину крови. В течение первых 10-15 дней жизни у телят более выражена клеточная защитная функция организма, характеризующаяся активным фагоцитозом микроорганизмов. Так, опсоно-фагоцитарный показатель по отношению к кишечной палочке в первые 10-15 дней жизни равнялся 8, в 30-40 дней — 3,7 а в 60-70 дней — 1,4. Сходные результаты получены при изучении гуморальных защитных факторов организма. Фагоцитарная способность лейкоцитов в крови играет большую роль в противомикробной защите новорожденного теленка. По данным исследователей, фагоцитарная активность гранулоцитов крови новорожденных телят до выпойки молозива летом (июнь-июль) достигает 98-100 % (у матерей 90-95 %). Фагоцитарное число (8-16) несколько ниже, чем в крови коров-матерей (16-19). Активность лизоцима по лизису тест-микроба в агаровом геле определяли в сыворотке крови телят и молозиве коров-матерей. Количество лизоцима в 5 первых порциях молозива равно 13±0,26 мкг/мл, в сыворотке крови новорожденных телят до выпойки молозива — 12±0,69, на 10-й день — 13,4±0,61 и в 3 месяца — 12,5±0,017. Таким образом, авторы не установили различий в содержании лизоцима в сыворотке крови телят в разных возрастных периодах [С. Н. Преображенский, Н. И. Блинов, Н. В. Ершова, Г. В. Вышинский, 1974].
В университете штата Оклахома, национальной лаборатории по изучению болезней животных в США и Гуэлфском университете Канада [O. Barta, V. Barta, 1972] на плодах и новорожденных телятах определяли бактерицидную активность крови. Двукратно разведенную сыворотку крови, в объеме 0,2 мл смешивали с равным объемом взвеси культуры содержащей 104 мл клеток бактерий кишечной палочки. Смесь выдерживали час при температуре 37° С и 0,1 мл ее высевали на плотную среду. Посевы выдерживали 16-18 ч при 37° С, подсчитывали число колоний и определяли дозу сыворотки, задерживающую рост 50 % бактерий. Антитела определяли по реакции агглютинации и пассивной гемагглютинации. Бактерицидная активность сыворотки крови составляла соответственно (в 1 мл сыворотки, задерживающей рост 50 %) бактерий у новорожденных телят 0,0036 и 0,0068.
При изучении иммунологической неспецифической реактивности организма новорожденных телят, [П. А. Емельяненко, 1979] определял фагоцитарную активность нейтрофилов и моноцитов крови, а также содержание в ее сыворотке лизоцима, комплемента и пропердина. Он установил, что у погибших телят от острых желудочно-кишечных болезней достоверно снижался процент фагоцитоза нейтрофилов, незначительно снижался уровень комплемента, пропердина и лизоцима.
При иммунобиологическом исследовании крови и сыворотки крови определяют [Д. Келмен, 1967; В. Я. Мозгис, 1982]:
фагоцитоз лейкоцитов по отношению к золотистому стафилококку 209р;
бактерицидную активность (БАСК);
активность бета-лизинов (БЛСК) сыворотки крови методом фотонефелометрии. Сущность метода заключается в том, что микробы (в данном случае, изолированный от телят штамм кишечной палочки — штамм 83) в течение 5 и 14 ч соответственно подвергаются воздействию исследуемой сыворотки. Чем слабее бактерицидная и бетализиновая активность сыворотки, тем интенсивнее размножаются микробы и тем более мутной становится взвесь;
лизоцимную активность сыворотки крови.
При круглогодовом стойловом содержании коров наступает угнетение иммунологической реактивности, а родившиеся от них телята имеют пониженный уровень гуморальных и клеточных факторов защиты организма (бактерицидная и лизоцимная активность сыворотки крови, фагоцитоз, уровень иммуноглобулинов, по сравнению с телятами, родившихся от коров, пользовавшихся выгулами и пастбищами [С. И. Плященко, В. Т. Сидоров, А. Ф. Трофимов, 1990].
Все новорожденные до приема молозива обладали достаточно выраженной фагоцитарной защитной реакцией. Показатели гуморальных факторов защиты формировались в более позднем возрасте и были выражены значительно слабее. До приема молозива сыворотка крови телят не обладала лизоцимной активностью и не содержала гаммаглобулинов [М. А. Сидоров, В. Н. Гущин, 1984].
На скорость роста телят положительное влияние оказывает 5-дневный период подсоса. Так, у таких телят были выше показатели естественной резистентности (лизоцимная активность, общий белок, глобулины, фагоцитарное число и фагоцитарный индекс) по сравнению с телятами, которых содержали с матерями только 12 ч [В. П. Павличенко, О. В. Милованов, Н. Н. Берникова, 1985].
Реактивность и адаптация сельскохозяйственных животных две взаимосвязанные проблемы; их надо изучать на организменном и иммуноцитологическом уровнях в комплексе со многими причинными факторами воздействующими на организм. Надо учитывать, что в каждом из указанных процессов лежат конкретные механизмы поддержания гомеостаза и адаптации, во многом еще не выясненные и требующие всестороннего изучения [А. Н. Голиков, 1989].
1.4. Получение и применение лактоглобулинов
В 1892 году P. Ehrlih впервые установил, что невосприимчивость к различным токсинам передается через молоко.
Исходя из того, что молозиво и молоко иммунизированных коров обладают выраженными превентивными свойствами, его использовали с профилактической и лечебной целью при соответствующих заболеваниях [C. Briggs, 1951; С. И. Губкин, А. И. Коган, 1971; J.E. Butler, C. Maxwele, 1972; P. Blackmer, 1973; D. M. Barber, 1978; D. M. Barber, 1979; J. J. Geene, 1984 В. Б. Билоштан, 1985; С. В. Вальциферова, 1997].
Из молока были получены иммунные лактоглобулины против сальмонелл, бруцелл, вируса ящура и полиомиелита [P. Lepine, 1963]. Эти препараты оказались пригодными для применения с лечебной и профилактической целью не только для телят, а и для обезьян. Автор приводит данные, подтверждающие преимущества применения лактоглобулинов по сравнению с цельными иммунными сыворотками молозива и крови.
Болгарские исследователи [К. Геров, П. Чушков, Р. Георгиева, 1965] изготовили из молозива препарат, который назвали лактоплазмин. По мнению авторов лактоплазмин содержит лактоглобулины, иммунные тела, витамины, микроэлементы и, являясь биологически ценным продуктом, может быть использован самостоятельно или в комбинации с другими средствами при заразных и незаразных болезнях молодняка, при которых понижается общая резистентность организма. Этот препарат является эффективным средством профилактики и лечения различных видов расстройств пищеварения у телят.
В ветеринарно-бактериологическом институте Бернского университета (директор профессор H. Fey) и научно-исследовательской лаборатории Бернской ветеринарной школы (заведующий Graub) из иммунного молозива изготовлен гамма-глобулиновый препарат (ГГП) или гамалин по Граубу [H. Fey, 1972].
Давая обзор работам, проведенным в этих учреждениях и анализируя литературу по методам получения и результатам изучения свойств ГГП, [K. Walser und H. Brumer, 1987] отмечают высокую терапевтическую и профилактическую эффективность применения этого препарата при инфекционных заболеваниях сельскохозяйственных животных. Они полагают, что наиболее результативным будет применение препарата при колиинфекциях и энтеротоксемиях.
Из молозива коров, иммунизированных внутривыменно против паратифа А. Ф. Барабаш, 1966, выделил путем осаждения сернокислым аммонием специфический противопаратифозный лактоглобулин. Полученный препарат применялся парентерально и показал выраженные профилактические и лечебные свойства на лабораторных животных и телятах.
Из молока коров, вакцинированных внутривыменно ящурным антигеном изготовили иммунолактон против вируса типа А, а затем изготовили бивалентный иммунолактон против вируса типа А и О [В. П. Онуфриев, В. К. Журавлёв, К. В. Чунаев, А. И. Дудников, Ю. Ф. Швецов, Б. П. Мартьянов, 1967]. Введение иммунолактона лабораторным животным, поросятам и телятам в дозе 0,5-1,5 мг на кг массы тела предохраняло животных от заболевания ящуром. Авторы указывают, что от одной коровы со средней продуктивностью 10 л молока в сутки в течение месяца можно изготовить иммунолактон в количестве, которое предохранит от ящура 300 телят или 800 поросят.
Иммунизируя стельных коров вначале подкожно концентрированным адсорбированным столбнячным анатоксином, а затем и внутривыменно нативным столбнячным анатоксином, получили сыворотку молозива с наличием противостолбнячных антитоксинов 850-2000 АЕ/мл, из которой выделили лактоглобулин, обладающий выраженными профилактическими и лечебными свойствами в опытах на белых мышах, крысах, ягнятах, поросятах и жеребятах [B. C. Барабаш, 1968].
Из сыворотки молозива коров, иммунизированных внутривыменно пуллорным антигеном, путем осаждения сернокислым аммонием получен специфический лактоглобулин, обладающий профилактическими свойствами в опытах на белых мышах и на цыплятах 10-30-дневного возраста [М. Г. Кондратюк, 1970].
Из сывороток молозива коров, гипериммунизированных паратифозной вакциной и бруцеллезным антигеном для РА, путем высаливания сернокислым аммонием при 20 % насыщении, выделен специфический паратифозный и бруцеллезный лактоглобулин, из которого изготовили люминисцируюшие лактоглобулины для диагностики паратифа телят и экспресс-индикации бруцелл [В. А. Атамась, 1968; В. А. Атамась, 1969].
Из сыворотки молозива коров, иммунизированных внутривыменно против диплококковой септицемии, получен специфический лактоглобулин и испытан с профилактической и лечебной целью в опытах на телятах. Противодиплококковый лактоглобулин обладал довольно выраженными профилактическими и лечебными свойствами [В. В. Май, 1970].
В ФРГ широко применяют гамма-глобулиновые препараты для профилактики и лечения колибактериоза и налажено промышленное производство гамма-глобулиновых препаратов из сыворотки убойных животных, сыворотки иммунизированных животных и молозива [R. Kruedener, 1970].
Из молока коров, гипериммунизированных внутривыменно модифицированным штаммом БУК вируса болезни Ауески получен иммунолактон против болезни Ауески [Д. Ф. Осидзе, В. К. Муравьев, В. Т. Ночевный, В. П. Онуфриев, В. М. Кравченко, 1972]. Авторы на основании проведенных исследований, установили принципиальную возможность диателической иммунизации коров штаммом БУК вируса болезни Ауески с целью получения специфической лактосыворотки и иммунолактона. Препарат в дозе 0,5-2,0 г/кг массы тела животного обладал выраженным профилактическим действием. Пассивный иммунитет у животных сохранялся 21 день. Лечебный эффект отмечали только после применения иммунолактона в первые двое суток после инфицирования животных.
Путем осаждения сернокислым аммонием молозивной сыворотки, был получен специфический лактоглобулин который обладал профилактическими и лечебными свойствами при экспериментальном и спонтанном заражении телят колибактериозом [Н. С. Жосан, 1974; Н. С. Жосан, 1976].
Для получения лактоглобулина [Е. В. Гублер, А. А. Генкин, 1978] использовали молозиво первого и второго удоев после отела коров. Молозиво подогревали до температуры 38-40° С, затем к нему добавляли свежеприготовленный раствор пепсина из расчета 100 мл на 900 мл молозива. После отделения молозивной сыворотки ее фильтровали через 4-5 слоев марли, затем через бумажный фильтр и консервировали 5 %-ным раствором фенола в 0,5 %-ном отношении к ее объему. Добавляли его при постоянном помешивании из расчета 11,1 мл на 100 мл препарата. Выпаивали лактоглобулин телятам в подогретом виде (38° С) в дозе 100-120 мл, первый раз за 30 мин до кормления молозивом, второй к концу первых суток. Больным животным после голодной диеты (8-9 ч) его давали утром до кормления один раз в сутки 2-3 дня в такой же дозе.
Из сыворотки крови отелившихся коров, находившихся в родильном отделении не менее 10 дней В. П. Павлов, Т. Н. Грязнева, Е. В. Чичикова, 1988, изготовили гаммаглобулин. Кровь брали у клинически здоровых животных (до 2 л от каждого). Из сыворотки крови готовили гаммаглобулин, используя 3 %-ный раствор этакридина лактата. Новорожденным телятам через каждые 3 дня инъецировали специфический гаммаглобулин внутримышечно в дозе 1 мл/кг массы тела, декстрофан и тривит в дозах соответственно 5 мл и 2 мл внутримышечно, а также в течение трех суток 2 раза в день внутримышечно вводили гентамицин в дозе 1,5 мг/кг массы, что позволило профилактировать желудочно-кишечные болезни у 100 % животных.
Для коррекции иммунодефицита неонатальных телят использовали колостральную сыворотку и лактоглобулин. [Н. С. Жосан, 1992]. Препараты вводили внутримышечно или подкожно, в дозе по 0,5 мл на кг живой массы дважды с интервалом 24 ч. Данные препараты повышали естественную резистентность организма, содержали неспецифические антитела против энтеропатогенов циркулирующих, в каждом конкретном хозяйстве при условии изготовления колостральной сыворотки и лактоглобулина, из молозива, полученного от коров данного хозяйства.
Применение молозива и его производных (молозивный иммуногормональный препарат, молозивная сыворотка, гидролизат казеина) снижает заболеваемость телят диареей на 50-60%, при этом болезнь протекает в легкой форме со 100% выздоровлением. Парентеральное введение этих препаратов новорожденным телятам способствует повышению уровня белка в сыворотке крови в 1,5 раза, иммуноглобулинов в 2 раза, уровень лейкоцивот у этих животных не превышал 8000, бактериальная загрязненность фекалий была в 2-3 раза ниже, чем у телят, которым молозиво давали только внутрь. Максимальный лечебно-профилактический эффект молозивная терапия дает в том хозяйстве, где молозиво было получено [В. В. Бурсуков, 1993; С. В. Вальциферова, 1997].
Исходя из литературных данных, следует отметить, что иммунное молозиво, молоко и полученные из них препараты обладают выраженными профилактическими лечебными свойствами.
Сравнительная дешевизна сырья, используемого для получения препаратов из молозива (практически оно не используется в хозяйствах) [М. Х. Шайхаманов, В. П. Грамолин, Б. М. Авакаянц, 1993], простота изготовления, высокая эффективность послужит основанием для получения указанных препаратов в производственных условиях.
заключение
Анализируя данные литературы, касающиеся состояния естественной резистентности и иммунологической реактивности у новорожденных телят при колибактериозе, необходимо выделить следующие основные моменты:
колибактериоз занимает среди заболеваний новорожденных животных одно из ведущих мест и наносит значительный экономический ущерб;
высокий уровень резистентности обеспечивает широкий диапазон ответных реакций организма на влияние различных факторов внешней среды в том числе и микроорганизмов, позволяющих ему адаптироваться на уровне физиологической реактивности;
животные с низким уровнем неспецифической резистентности не способны адаптироваться к изменившимся условиям внешней среды, что часто вызывает истощение резервной защитно-приспособительной реактивности и, как следствие этого, приводит к гибели животных;
сущность защитных факторов против колибактериоза телят ассоциируется с лактоглобулиновой фракцией и уровнем К-антител-агглютининов в сыворотке молозива коров и в сыворотке крови новорожденных телят;
фагоцитирующие лейкоциты, лизоцим, комплемент, пропердин и иммуноглобулины обладают функцией антител, противомикробное действие которых в совокупности выражается бактерицидной активностью сыворотки крови;
уровень иммуноглобулинов является одним из важных показателей резистентности организма новорожденного. При этом следует определять и учитывать иммунный статус до первой выпойки молозива и после его скармливания;
абсорбция колостральных иммуноглобулинов находится в прямой зависимости от ряда факторов важнейшими из которых являются: способность новорожденных телят усваивать их из молозива, условия внешней среды, качество молозива и своевременная выпойка первого молозива в адекватном количестве;
лактоглобулин совместно с ретинолом отличаются высоким иммуно-корректирующим эффектом и широтой профилактического действия;
аминазин совместно с Т-активином обладают иммуно-корректирующим действием и антисекреторной активностью ингибирующей трансформацию аденозинтрифосфата (АТФ) в циклический 3,5-аденозинмонофосфат (АМФ).
РАЗДЕЛ 2 РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
2.1. Материалы и методы исследований.
2.1.1.Общая методика. Экспериментальная часть работы выполнялась на ферме крупного рогатого скота учебно-опытного хозяйства «Кетросу», района Анений Ной, ОПХ «Колоница» района Криулень и в лаборатории микробиологии кафедры эпизоотологии Государственного aграрного университета Молдовы с 1973 по 1998 год.
Опыты проводились на коровах черно-пестрой породы 5-8 лактации и на родившихся от них телят, с целью изучения состояния неспецифической и специфической иммунологической реактивности новорожденных телят при колибактериозе, а также выявления роли кислотно-основного баланса в течение инфекционного процесса, коррекции иммунодефицитного состояния новорожденных телят. Для лечения применяли антисекреторные препараты, ингибирующие циклический аденозинмонофосфат.
Пробы молозива отбирались в первый день (из первого, второго и третьего доения), на второй, пятый день после отела, а на десятый, двадцатый день и через месяц исследовалось молоко.
В сыворотке крови, молозиве и молоке изучались: динамика накопления агглютининов, иммуноглобулиновый уровень, в т. ч. в динамике.
Сыворотку крови получали путем отстаивания, а из молозива — методом пепсинизации. Из сывороток молозива первого и второго дня после отела выделяли колостральную сыворотку и лактоглобулин. У родившихся телят от опытных и контрольных групп коров в сыворотке крови изучали: динамику накопления О- и К- антител-агглютининов, уровень иммуноглобулинов в зависимости от клинического статуса, показатели фагоцитоза, пропердина, комплиментарной и бактерицидной активности (до поения молозивом, на 2, 5, 10, 20 и 30 день жизни).
Бактерицидные свойства колостральной сыворотки и сыворотки крови новорожденных телят изучали нефелометрическим методом. Профилактические и лечебные свойства молозивных сывороток и лактоглобулина изучались на лабораторных животных и телятах.
Коррекцию иммунодефицита неонатальных телят, проводили с применением лактоглобулина и витамина А.
В качестве анти-секреторных факторов, ингибирующих циклический аденозинмонофосфат (сАМР) применяли хлорпромазин и Т-активин.
Опыты проводились на 562 телятах, 468 коровах, 247 белых мышах и 30 кроликах.
Полученный цифровой материал подвергался биометрической обработке по различным биометрическим методикам: [Дж. У. Снедекор, 1961; И. П. Ашмарин, А. А. Воробьев, 1962; В. Ю. Урбах, 1964; Е. В. Гублер, А. А. Генкин А. А., 1969].
2.1.2. Приготовление колибактериозного антигена. Для приготовления антигена использовали три серотипа колибактерий: О78:К80, О119:К69 и О137:К79.
Использованные серотипы Е. coli по морфологическим и биохимическим свойствам были типичными, отвечающими требуемым иммуногенным, антигенным н вирулентным свойствам.
Е. coli О78:К80, О119:К69 и О137:К79 раздельно высевали в пробирки с мясопептонным бульоном на 12 ч и проверяли на чистоту (микроскопия мазков, окрашенных по Граму). В последующем бульонную культуру высевали на стерильный мясопептонный агар в матрацах. Посевы выращивали в термостате в течение 18 ч при температуре 37° С, проверяли на чистоту и смывали стерильным изотоническим раствором хлорида натрия. Для выделения О-антигена бактериальную суспензию автоклавировали при 120°С в течение 2 ч дня разрушения К-антигена. Густую отмытую суспензию Е. coli содержащую 10 млрд. микробных тел в 1 мл по оптическому стандарту, смешивали с ацетоном в отношении 1:5 до появления коагуляции (свертывания). Плотную часть материала отбирали на воронке Бюхнера, промытой один раз ацетоном и затем высушенной эфиром. Препарат высушивали на воздухе и хранили при 4°С.
Сухой порошок применяли для приготовления суспензии антигена, добавляя 1 мг высушенных ацетоном бактерий на 1 мл барбиталового буфера.
Для выделения К-антигена бактериальную суспензию получали путем смыва из агаровых культур изотоническим раствором хлорида натрия, содержащего 0,5 % формальдегида. Бактерии были экстрагированы при добавлении ацетона непосредственно после их смыва с агаровой культуры и промыты. [E. Neter, E. A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O. Luderwitz. 1956; E. Neter, 1957].
Полученные О- и К-антигены проверяли на стерильность и на безвредность. Стерильность устанавливали путем высева на МПБ, МППБ и МПА. Посевы выдерживали 10 дней в термостате (+37°С). Безвредность антигенов была проверена на лабораторных животных. Для этого каждый из антигенов вводили 10 белым мышам под кожу в области спины по 0,5 мл и 5 морским свинкам в области внутренней поверхности задней конечности по 1,0 мл. Клинические наблюдения за опытными животными вели в течение 15 дней.
Отсутствие роста в посевах на МПБ, МППБ и МПА и гибели привитых животных позвонило считать антигены стерильными и безвредными. Хранились антигены при температуре +4 +5°С в холодильнике.
2.1.3. Изучение агглютиногенных свойств серотипов О78:К80, О119:К69 и О137:К79 Е. coli. Для определения агглютиногенности изучаемых серотипов использовали 30 кроликов, по 5 на каждый серотип (определение О- и К-антигенов). Антигены вводили кроликам в краевую вену уха в нарастающих дозах (от 0,5 до 2,0 мл) с интервалом в три дня, четырехкратно.
Для определения О-антигена смешивали одну каплю антигена с одной каплей соответствующей О-сыворотки на зеркальном стекле, размещали над водяной баней при 60°С. Результаты учитывали через 10 мин после смешивания.
Позитивную реакцию подтверждали пробирочной агглютинацией, применяя формалинизировавную шестичасовую культуру в МПБ. Основное разведение сыворотки 1:10.
Для определения К-антигена культуру вначале тестировали пластинчатой реакцией агглютинации на предметном стекле. Одну каплю живой суспензии культуры смешивали с одной каплей различных антисывороток. Результаты учитывали в течение 30с после смешивания. Позитивную реакцию подтверждали пробирочной агглютинацией до титра тест сыворотки, применяя как антиген живую пятичасовую культуру в МПБ. Пробирки инкубировали при 37°С два часа, в последующем агглютинационные пробирки центрифугировали при 2000 об/мин в течение трех минут. Одинаковый писк агглютинации учитывали как позитивную реакцию. [E. Neter, E. A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O. Luderwitz. 1956; E. Neter, 1957].
2.1.4. Получение сыворотки крови, молозива и молока. Кровь от животных (коров, телят) брали из яремной вены в стерильные пробирки и помещали в термостат (+37°С) на 3 ч, после чего выдерживали 12-16 ч при комнатной температуре до полного отделения сыворотки. Затем сыворотку отсасывали в стерильные пробирки и помещали в холодильник (+4 +5°С).
Молозиво от коров брали при первом, втором и третьем доении после отела, а затем на второй, пятый, десятый, двадцатый дни и через месяц.
Сыворотку из молозива и молока получали путем добавления пепсина. На каждые 1000 мл молозива или молока добавляли 100 мл 0,5% раствора пепсина и после тщательного перемешивания смесь помещали в водяную баню при температуре 38° С на четыре часа. Образовавшийся сгусток, отделяли от сыворотки фильтрацией через три слоя марли. Полученную сыворотку пропускам через воронку Бюхнера с двойным слоем бедой фильтровальной бумаги, а затем через бактериальный фильтр Зейтца.
2.1.5. Реакция атглютинации с молозивной и молочной сыворотками. В центрифужные пробирки наливали 5-6 капель 5 % раствора пепсина, приготовленного на изотоническом растворе хлорида натрия и 10 мл исследуемого молозива или молока, тщательно перемешивали и для свертывания ставили в термостат при температуре 38°С на 30 мин. Свернувшееся молозиво отделяли от стенок пробирки стеклянной палочкой и центрифугировали при 3000 об/мин в течение 30 мин.
С полученной сывороткой ставили реакцию агглютинации в объеме 1 мл в разведениях с физиологическим раствором от 1:10 до предельного титра сыворотки. Контроли обычные.
Антиген добавляли по 0,05 мл в каждую пробирку, пробы встряхивали и помешали в термостат при температуре 37°С на 4 ч, после чего производили предварительный учет реакции, а окончательный учет реакции определяли через 24 ч. Молозиво исследовали в день его получения.
2.1.6. Определение титра агглютининов. Для изучения динамики накопления агглютининов в сыворотках крови и молозива использовали реакцию агглютинации, которую ставили в объеме 1 мл (классическим методом) в пробирках с ровным округлым дном с убитыми и живыми О- и К-антигенами (серотипы О78:К80; О119:К69; О137:К79 Е. coli ).
Для определения агглютинационных титров, в наших исследованиях применяли двукратное разведение сывороток. Разведение сывороток крови и молозива производили в агглютинационных пробирках начиная с разведения 1:10.
После добавления антигена (по 0,05 мл) содержимое пробирок встряхивали, затем помещали в термостат на 4 ч при температуре 37°С. После этого производили предварительный учет результатов реакции. В дальнейшем пробирки выдерживали 24 ч при комнатной температуре и определяли окончательный результат.
Для учета результатов реакции агглютинации пользовались четырех крестовой системой обозначения. За агглютинационный титр принимали то наибольшее разведение сывороток, при котором еще наблюдалась видимая агглютинация, оцениваемая в четыре креста.
2.1.7. Определение активности лизоцима в сыворотке крови. Сыворотку крови, отделяли общепринятым методом. Предварительно готовили 1/15М фосфатный буфер (рН 6,2), для чего использовали два исходных раствора: 4,539 г х. ч. КН2РО4 растворенный в 500 мл дистиллированной воды и 2,375 г х. ч. Nа2НРО4×12Н2O, растворенный в 200 мл дистиллированной воды. При смешивании этих растворов в определенном соотношении, получали рН буфера 6,2.
Для приготовления 1 % агара «Дифко» на 1/15М фосфатном буфере брали 1 г сухого агара, помещали в колбу на 200 мл и заливали 99 мл 1/15М фосфатного буфера. Колбу закрывали ватно-марлевой пробкой, помещали в кипящую баню и выдерживали 25-30 мин.
Расплавленный агар охлаждали до 60-70°С и вносили в него ацетоновый порошок Micrococcus lysodeikticus из расчета 10-20 мг на 100 мл объема. Необходимое количество порошка перед внесением в агар суспендировали в 3-5 мл 1/15М фосфатного буфера. Полученную смесь перемешивали до получения однородной взвеси.
Полученную смесь разливали в чашки Петри с таким расчетом, чтобы подучить толщину слоя 4 мм.
После застывания агара в нем при помощи тонкостенной трубочки вырезали лунки диаметром 5 мм на расстоянии 2-3 см от краев чашки и друг от друга. Для подсыхания лунок чашки помещали в термостат приоткрытыми на 60 мин. Исследуемые пробы сыворотки крови разводили соответственно 1/15М фосфатным буфером 1:10, 1:2 и 1:5. Каждую пробу после разведения заливали в отдельную лунку в объеме 0,05 мл.
Параллельно с исследуемым материалом 1/15М фосфатным буфером разводили стандартный кристаллический лизоцим так, чтобы получить его растворы с концентрацией 0,5 мкг/мл, 1; 3; 5; 10; 20; 40; 60; 80 и 100 мкг/мл. По 0,05 каждого разведения стандартного лизоцима разливали по отдельным лункам.
Чашки Петри с исследуемым материалом и стандартным лизоцимом выдерживали 48 ч во влажной камере при комнатной температуре (22-24°С).
После экспозиции при помощи линейки измеряли диаметр зон лизиса Micrococcus lysodeikticus вокруг лунок с исследуемым материалом и стандартным лизоцимом.
Первоначально на полулогарифмической бумаге строили калибровочную кривую, используя результаты, полученные при измерении зон лизиса вокруг лунок с раствором стандартного лизоцима в различных концентрациях. Для этого значения, отражающих диаметры зон лизиса субстрата в миллиметрах, откладывали по оси абсцисс, а показатели концентрации стандартного лизоцима в мкг/мл, вызывающих лизис по оси ординат. Точки пересечения первых и вторых значений соединяли между собой, при этом получалась прямая линия.
Расчет результатов проводили следующим образом. Диаметр зоны лизиса Micrococcus lysodeikticus вокруг лунки с сывороткой крови составил 9,5 мм. На калибровочном графике этому значению соответствовала концентрация 2,5 мкг/мл стандартного лизоцима. Сыворотку крови перед исследованием разводили 1:10 1/15М фосфатным буфером. Следовательно, концентрация лизоцима в исследуемой пробе сыворотки крови равнялась 2,5×10=25 мкг/мл. Так как, литическая активность стандартного лизоцима изменяется в результате изготовления и хранения, полученное абсолютное значение выражали в единицах относительной активности. Активность стандартного лизоцима составляла 20600 ед/мг или 20,6 ед/мк, активность лизоцима исследуемой пробы сыворотки молозива равнялась 20,6×25 =515,0 ед/мл.
2.1.8. Определение содержания комплемента в сыворотке крови.
Исследовали сыворотку крови, полученную из яремной вены животных. Предварительно готовили веронал-мединаловый буфер: 0,575 г веронала растворяли в 50 мл дистиллированной воды, подогретой до 60° С, охлаждали и добавляли 8,5 г хлорида натрия, 0,375 г мединала, 0,5 мл раствора содержащего 1 М MgCl2 и 0,3 М CaCl2 (100 мл Н2О + 19 г MgCl2×6Н2О г + 6 г CaCl2). Объем доводили до 200 мл дистиллированной водой. Буфер хранили в холодильнике. Перед употреблением буфер разводили дистиллированной водой (1:4). Физиологический раствор: 8,5 г хлорида натрия растворяли в 1 л дистиллированной воды и фильтровали.
Эритроциты барана. Кровь у барана брали из яремной вены в колбу с бусами и встряхивали в течение 10-15 мин для предотвращения свертывания. Дефибринированную кровь фильтровали через двойной слой марли. Эритроциты барана отмывали 3 раза центрифугированием по 10 мин при 3000 об/мин. Из отмытых эритроцитов готовили 5 % взвесь на физиологическом растворе и стандартизовали на ФЭК. С этой целью эритроциты лизировали: к 1 мл отмытых эритроцитов добавляли 9 мл дистиллированной воды. Лизированные эритроциты фотоколориметрировали при зеленом светофильт
Реферат опубликован: 18/04/2005 (68374 прочтено)